濒危药材甘肃贝母试管小鳞茎再生的研究

目的:以甘肃贝母鳞茎为外植体,建立组培快繁体系,为资源保护和有效利用奠定基础。方法:研究了不同的外植体消毒方法,不同的激素浓度及配比,不同的培养条件等对原球茎发生、生长膨大、发芽生长的影响。结果:通过内吸性杀菌剂预处理,结合二次消毒可以较有效的控制外植体的污染;原球茎诱导过程中以鳞瓣为外植体的最优激素组合是ZT 3 mg/L+MEJA 3 mg/L+IAA 3 mg/L+BR 0.3 mg/L(或GA 4+7 0.2 mg/L),以鳞心为外植体最优激素组合是ZT 2 mg/L+SA 10 mg/L+BR 0.2 mg/L(或GA 4+7 0.2 mg/L),鳞心诱导效率高于鳞瓣;原球茎生长膨大阶段,鳞瓣原球茎生长膨大的最优激素组合是NAA 3 mg/L+SA 40 mg/L+BR 0.3 mg/L(或S-3307 5mg/L),鳞心原球茎生长膨大的最优激素组合是NAA 2 mg/L+SA 20 mg/L+BR 0.3 mg/L(或S-3307 3 mg/L),鳞瓣原球茎生长膨大效果明显优于鳞心原球茎;不同大小的试管小鳞茎在发芽生长特性方面存在较大差异。结论:建立了甘肃贝母试管小鳞茎的组培再生体系。

百合试管小鳞茎高效再生体系的研究

以百合试管鳞茎诱导丛生芽,适宜诱导的培养基为MS+2.0 mg/L 6-BA+0.1 mg/L NAA+30 g/L蔗糖+5 500 mg/L琼脂,光照强度1 500～2 000 lx。芽长至1～2 cm时,转入鳞茎分化培养基,适宜的鳞茎分化培养基为MS+1.0 mg/L NAA+90 g/L蔗糖+300 mg/L活性炭+5 500 mg/L琼脂,黑暗条件。提高培养基中的糖浓度可以提高百合再生小鳞茎的重量;在培养基中添加活性炭可提高再生小鳞茎形态的正常率。

兰州百合试管小鳞茎膨大及碳水化合物变化规律研究

为了探明兰州百合小鳞茎的生长及膨大规律,以添加不同浓度蔗糖处理为依据,明确小鳞茎生根膨大培养基以1/2MS+0.2 mg/L NAA+70 g/L蔗糖为最适。在此浓度基础上对兰州百合试管小鳞芽进行1次和2次膨大培养,分别在培养30、50、70、90 d时测定小鳞茎鲜重、干重、糖及淀粉含量。结果表明,随着培养天数的增加,兰州百合1次和2次膨大小鳞茎单粒鲜重和干重均呈增加趋势,且2次膨大较1次膨大效果显著。1次膨大小鳞茎可溶性糖、果糖和淀粉含量均随培养天数的增加呈先增加后降低的趋势,且变化趋势基本一致;蔗糖含量随着培养天数的增加呈上升趋势,与培养30 d相比,培养50~90 d时蔗糖含量明显增加,且达极显著差异。随培养天数的增加,2次膨大小鳞茎可溶性糖和蔗糖含量变化趋势较平缓,各培养时期差异不明显;果糖含量呈降低趋势,与培养30 d相比,培养50~90 d时果糖含量显著降低;淀粉含量呈增加趋势,在培养90 d时达最大值。

低温层积对百合试管小鳞茎活力的影响

为提高百合试管小鳞茎的适用性,以自繁的百合试管小鳞茎‘Siberia’为材料,研究低温层积对小鳞茎活力表达的影响。结果表明,-2℃、2℃低温处理可有效改善试管小鳞茎发芽率、活力指数、破土能力、抽薹速度等活力指标。研究认为低温层积处理在135～165天为最佳活力表达期,并因此通过促进抽薹进而高度相关地（相关系数为1.00＊＊）提高了百合籽球（围径6～9 cm）收获率。低温层积是百合试管小鳞茎活力实现田间栽培不可或缺的措施。

朱顶红幼嫩花器官离体诱导试管小鳞茎的研究

以荷兰进口大花朱顶红品种"美丽参半"(Half&Half)盆栽植株为材料,对幼嫩的子房和小花梗进行体外培养,建立了高效的植株再生体系。试验于2014年2月份采集刚刚抽薹而花苞尚未打开时的花蕾作为外植体。简化了表面消毒程序:在超净台中将包裹着外苞片的花蕾先用70%乙醇浸泡10min,然后用无菌水清洗3次即可。先去除外苞片,然后在无菌滤纸上用手术刀将小花梗和子房切片,厚度约1 mm,平放于诱导培养基上进行黑暗培养,温度25±1℃。在TDZ(0.25、0.5、1.0或2.0mg·L-1)+2,4-D1.0mg·L-1系列培养基上的比较试验后,结果表明:小花梗不定芽诱导适宜培养基为MS+0.5mg·L-1TDZ+1.0mg·L-12,4-D+30g·L-1蔗糖,p H5.8;子房不定芽诱导适宜培养基为MS+1.0mg·L-1TDZ+1.0mg·L-12,4-D+30g·L-1蔗糖,p H5.8。培养过程中,小花梗和子房的外表面陆续形成突状物,8周后形成不定芽,不定芽诱导率均达100%。为降低生长调节剂对试管鳞茎生根的影响,将带有不定芽的外植体转移至MS+蔗糖30g·L-1+琼脂8.0g·L-1(p H6.0)培养基上培养,温度25±1℃,光照强度54μmol·m-2·s-1,光周期为光照14h/黑暗10h。8周后,每个小花梗外植体平均可形成11.0个小鳞茎,每个子房外植体平均可形成9.3个小鳞茎。利用扫描电镜技术观察小鳞茎淀粉粒分布和形态特征;同时利用组织切片(苏木精和碘-碘化钾复染)对不同层次的小鳞茎淀粉分布及特征进行分析,结果表明:淀粉粒集中分布于鳞茎外层细胞,内层细胞较少;成熟淀粉粒呈圆球形,直径约25μm,表面较光滑。本研究为朱顶红种球生产提供支持,并为其鳞茎膨大机理(鳞茎和叶片的"库"和"源"功能)研究提供离体模型。

百合顶芽离体诱导小鳞茎及开花球培育

以亚洲百合顶芽为外植体,进行了离体诱导小鳞茎及小鳞茎培育开花球研究。结果表明:在BA 1- 2 mg/L+NAA 0.1-0.2 mg/L+MS培养基上,顶芽培养产生丛芽的诱导率高达100％。丛芽在MS+BA 0.5 mg/L+NAA 0.05-0.1 mg／L培养基上不断增殖,并逐渐发育成无根苗,增殖系数为6。激素、蔗糖、光照强 度及低温处理等因素影响小鳞茎诱导,丛芽在MS+IBA 0.5 mg/L+质量分数为4％蔗糖培养基上,光照强度 1.5 klx时,诱导形成小鳞茎效果较好,诱导率100％,平均每株诱导小鳞茎1.5个,小鳞茎直径0.96 cm。小鳞 茎经5℃低温处理2周后,在BA 0.1 mg/L+NAA 0.5 mg/L+MS培养基中诱导出小鳞茎,诱导率82.5％,每块鳞 茎片诱导4.2个小鳞茎,直径0.29 cm。直径0.8 cm以上试管鳞茎,经过5-8℃低温处理4周后,在福建省南 平海拔800 m处栽培8个月,收获的种球中45.8％达到开花球标准。试管鳞茎开花性状稳定。

无病毒百合‘Sorbonne’试管内小鳞茎直接再生体系建立

以‘Sorbonne’种球为试材,采用RT-PCR技术检测获得无CMV、LSV、LMoV的‘Sorbonne’种球,剥取其中外层鳞片通过组培获得无菌试管苗,以无菌苗鳞片为次级外植体,研究了不同植物生长调节剂对试管内小鳞茎直接再生的影响,以期为繁育优质的无病毒百合种球提供参考依据。结果表明,试管内小鳞茎直接再生的最适培养基为MS+2,4-D 1.0mg·L^(-1),诱导率与诱导系数为100%、3.69;小鳞茎膨大最适培养基为MS+蔗糖90g·L^(-1);生根最适培养基为MS+NAA 0.1mg·L^(-1),移栽成活率可达100%。

东方百合‘Siberia’无病毒原原种直接再生体系建立

为快速获得无病毒东方百合‘Siberia’原原种用经RT-PCR技术检测无CMV、LSV、LMoV病毒的‘Siberia’种球为试材,以中外层鳞片为外植体组培获得无菌试管苗,以无菌苗鳞片为次级外植体,研究了不同植物生长调节剂对试管内小鳞茎直接再生的影响。结果表明,试管内小鳞茎直接再生的最适培养基为MS+2,4-D 1.0 mg/L,诱导率为92.31%,诱导系数为4.15。小鳞茎膨大最适培养基为MS+蔗糖90 g/L,生根最适培养基为MS+NAA 0.2 mg/L+IBA 0.1 mg/L,移栽成活率可达100%。

OT百合Conca d'Or无病毒原原种直接再生体系建立

OT百合品种Conca d’Or在生产中应用广泛,但病毒病危害严重,组织培养技术是获得无病毒种球的主要方式,因此亟需建立Conca d’Or无病毒原原种直接再生体系。以Conca d’Or种球为试材,应用RT-PCR技术检测获得无CMV、LSV、LMoV病毒的种球,剥取其中外层鳞片通过组培获得无菌试管苗,以无菌苗鳞片为次级外植体,研究不同植物生长调节剂对试管内小鳞茎直接再生的影响。无病毒小鳞茎试管内直接再生最适培养基为MS+2.0 mg/L 2,4-D+0.05 mg/L KT,诱导率与诱导系数分别为100.00%、5.81;小鳞茎膨大最佳培养基为MS+90 g/L蔗糖;生根最优培养基为MS+0.1 mg/L NAA+0.1 mg/L IBA,移栽成活率可达100.00%。本研究建立了观赏百合Conca d’Or无病毒原原种试管鳞茎高效直接再生体系。