利用CRISPR/Cas9系统创制水稻品种GW2基因的突变体

培育具有育种价值的GW2基因编辑的水稻优异新品种在水稻育种中具有重要意义,利用CRISPR/Cas9基因编辑技术,以生产上广泛推广应用的13份水稻品种为材料,对粒质量基因(GW2)进行定向性状改良,通过农杆菌转化创制出一批无T-DNA元件的水稻非转基因GW2突变纯合株系。结果表明:13份T0代水稻转基因中,有28.0%~59.1%植株的GW2基因发生了突变,纯合突变株数量占总突变株数量的35.0%,双等位突变株数量占总突变株数量的14.2%,杂合突变株数量占总突变株数量的50.8%。此外,不同水稻品种发生的突变类型也略有不同。对13份T2代非转基因水稻GW2突变纯合株进行千粒质量性状的考种分析。与对应的野生型亲本品种相比,纯合突变水稻植株的千粒质量显著提高10.81%~58.22%。本研究结果极大地丰富了GW2的突变类型,为不同水稻品种的高产稳产创造了重要的种质资源,同时也为利用基因编辑提高水稻产量提供了有价值的育种信息。

基于CRISPR/Cas9系统构建裸鼹鼠HIF-1α基因敲除质粒及其功能验证

目的利用簇状规则间隔回文重复序列(CRISPR)/Cas9基因编辑系统构建质粒并敲除裸鼹鼠皮肤成纤维(NMR skin fibroblasts,NSF)细胞HIF-1α基因,为研究裸鼹鼠的耐低氧机制及缺氧相关疾病的发生发展机制提供体外细胞模型。方法针对裸鼹鼠HIF-1α基因的1~4号外显子区域设计4对sgRNA序列,并成功构建表达质粒。筛选得到最优sgRNA后,转染HEK-293T细胞收集上清液测定病毒滴度。前期用pLenti-Cas9(blast)病毒感染NSF细胞,后用制备的HIF-1α-sgRNA病毒感染表达Cas9蛋白的NSF细胞。经药筛后观察荧光表达,同时提取细胞gDNA和蛋白。通过T7E1酶和Western Blot检测NSF细胞中HIF-1α基因变化及蛋白表达情况。结果Sanger测序显示,所设计的sgRNA成功插入到pX459和pKLV2-U6-sgRNA2载体上,序列验证正确,重组质粒构建成功;T7E1酶切实验成功切除3条带,sgRNA的打靶效率为54%,Western Blot结果表明,经药筛后的裸鼹鼠NSF细胞HIF-1α基因敲除成功,蛋白水平显著降低(P=0.0019);且未发现HIF-1α敲除细胞形态的明显变化,基因敲除对细胞增殖能力无明显影响。结论成功构建靶向裸鼹鼠HIF-1α基因的CRISPR/Cas9质粒,且质粒靶向敲除HIF-1α基因功能验证成功,将有利于裸鼹鼠耐低氧机制研究,并为人类缺氧相关疾病防治提供理论依据。

发根农杆菌介导的甜瓜CRISPR/Cas9系统靶位点的检测

选取甜瓜栽培材料龙庆八号作为受体材料,构建CmCURT1A基因CRISPR/Cas9基因编辑载体,经发根农杆菌介导检测靶位点的编辑情况,为后续甜瓜遗传转化试验提供载体基础。以甜瓜CmCURT1A基因(ID:MELO3C006053.2)为靶基因构建双靶位点敲除载体,经发根农杆菌K599介导的简单遗传转化技术使甜瓜组织长出不定根,经PCR测序发现在不定根中分别存在65 bp、72 bp不同碱基片段的缺失。该方法成功进行了甜瓜CRISPR/Cas9载体靶位点敲除情况的检测,简单高效,实现了在甜瓜中基因编辑靶点的快速鉴定,为研究甜瓜基因功能和遗传改良奠定基础。

CRISPR/Cas9系统在畜禽遗传改良中研究进展

CRISPR/Cas9基因编辑技术作为一种高效的基因组编辑方法,在畜牧业遗传改良领域得到了广泛的应用。该技术以高效、精准的特点,为畜牧业发展带来了一场革命。目前,基于CRISPR/Cas9的基因敲除、基因敲入和基因修饰等已被广泛应用,实现了对畜禽物种的重要生产性状进行精准改良。本文介绍了CRISPR/Cas9技术的工作原理及发展历程,重点介绍了该技术在畜禽肌肉生长发育、绒毛纤维生长、乳品质成分、抗病育种以及动物福利中的研究进展,旨在为更深入地了解CRISPR/Cas9技术在畜禽基因编辑上的应用提供参考。

编辑ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因的串联DsRed荧光表达盒的CRISPR/Cas9系统的构建及验证

CCT家族基因影响植物开花,在玉米中,ZmCCT10、ZmCCT9基因是光周期敏感基因,ZmGhd7基因是与开花期相关的基因。利用CRISPR/Cas9技术靶向编辑ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因为研究基因的功能和快速改良玉米的开花期提供了可能。本研究以玉米ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因为编辑对象,以KN5585为稳定转化受体、以CML312SR、LCL-1、LCL-2为预改良的晚熟材料受体,首先通过Sanger测序验证了3个基因靶标区域在4份玉米材料中的保守性,其次根据sgRNA设计原则选择了1个sgRNA复合编辑3个基因,并利用同源重组方法构建了将由胚特异性启动子Zm3896驱动的DsRed表达盒和由ZmU6-2启动子驱动的sgRNA表达盒串联的CRISPR/Cas9基因编辑敲除载体CCT-CPD,然后采用酶切法和Sanger测序法分析T0代KN5585中3个基因的突变率和突变类型,验证了该系统的基因编辑效果,最后通过对稳定遗传转化植株所结籽粒在籽粒水平、组织水平进行DsRed荧光标记表型鉴定,验证了该系统中DsRed荧光筛选标记的有效性。在此基础上,通过杂交育种法以晚熟材料为母本、以T1代KN5585阳性株为父本获得F1并经过DsRed荧光筛选获得含有有效编辑转基因元件的晚熟材料。本研究构建的编辑ZmCCT10/ZmCCT9/ZmGhd7基因的串联DsRed荧光表达盒的CRISPR/Cas9系统为创制单基因突变体,双基因突变体,三基因突变体奠定了基础,该系统中DsRed荧光筛选标记的应用可以快速筛选区分有无转基因成分的玉米籽粒,成本低,鉴定效率高,具有大规模籽粒筛选的潜力,本研究为鉴定ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7三个基因的功能和创制玉米光周期钝感材料奠定了材料基础和高效的技术基础。

CRISPR/Cas9系统敲除山羊CDK2基因载体构建及转染效率检测

细胞周期蛋白依赖性蛋白激酶-2(CDK2)是细胞通过和进入S期所必须的细胞周期调节激酶,与许多癌细胞的生长有关。然而,目前在山羊上关于CDK2基因敲除及相关功能的研究尚未见报道。研究采用CRISPR/cas9系统,首先设计CDK2基因的sgRNA片段,在合成CDK2 sgRNA核苷酸序列后,构建能够同时表达sgRNA和Cas9 D10A的质粒PYSY-CDK2 sgRNA,连接并转化至大肠杆菌DH5α感受态细胞,对转化子进行验证,最后转染HEK293T细胞,检测细胞荧光和细胞增殖。酶切和测序结果证明,CDK2基因敲除载体构建正确;荧光显微镜检测显示,细胞转染效率在75%以上;细胞增殖检测表明,山羊CDK2敲除质粒不会对人源细胞增殖产生影响。说明采用CRISPR/Cas9构建的载体,可为后续获得山羊CDK2基因缺失型细胞系,研究支原体肺炎感染引发的细胞凋亡分子机制提供理论依据。

CRISPR/Cas9系统介导的p53基因突变促进树鼩骨骼肌卫星细胞的增殖活性

目的:利用CRISPR/Cas9系统在树鼩骨骼肌卫星细胞中敲除p53基因并检测其增殖活性。方法:通过生物信息学方法对树鼩和15种哺乳动物的p53蛋白氨基酸序列进行同源性分析,根据树鼩基因组信息设计可编辑树鼩p53突变位点sgRNA,构建lenti CRISPR v2-sgp53基因编辑重组质粒,用293T细胞进行慢病毒包装,感染树鼩骨骼肌卫星细胞,嘌呤霉素筛选多克隆细胞并扩增;通过测序确定基因编辑效果。采用CCK8法检测细胞增殖活性,采用western blotting验证p53蛋白表达水平。结果:与人p53和小鼠p53氨基酸序列同源性(96.92%)相比,人p53和树鼩p53的氨基酸序列同源性(98.21%)更高。进化树分析显示,与小鼠相比,人与树鼩的亲缘关系更近。成功构建了3个靶向树鼩p53编辑的重组载体:lenti CRISPR v2-sgp53-g1、lenti CRISPR v2-sgp53-g2、lenti CRISPR v2-sgp53-g3,均成功在树鼩骨骼肌卫星细胞上实现p53基因编辑产生突变,导致p53功能丧失,p53的突变提高了树鼩骨骼肌卫星细胞的增殖能力。经药筛后的树鼩骨骼肌卫星细胞p53基因敲除成功,p53蛋白表达水平显著降低(P<0.01)。结论:本研究利用CRISPR/Cas9系统成功使树鼩骨骼肌卫星细胞p53基因突变、功能丧失,为后续树鼩p53基因敲除模型的建立提供了重要的分子生物学基础。

CRISPR/Cas9系统递送方式的发展及其在昆虫研究中的应用

CRISPR/Cas9基因编辑系统自问世以来,极大地推进了人类对生物基因功能的认识。CRISPR/Cas9通常采用显微注射昆虫胚胎的途径来递送基因编辑试剂,由于昆虫具有多种生殖方式,因此对于某些昆虫种类如具有坚硬卵鞘的蟑螂和胎生的蚜虫等,应用传统的CRISPR/Cas9系统的递送方式来了解其基因功能就难以实现。目前,在传统的CRISPR/Cas9递送方式上发展出来的不需要注射昆虫早期单细胞胚胎的方法已有相关报道:ReMOT (receptor-mediated ovary transduction)和DIPA-CRISPR (“direct parental”CRISPR),它们可以将编辑试剂直接注射到成年雌性个体的血腔中,能够有效地在发育中的卵母细胞中引入遗传突变,同时简化了基因编辑的过程,这类方法已经成功应用于埃及伊蚊、德国小蠊和赤拟谷盗等昆虫的研究。本文对CRISPR/Cas9系统的结构、作用机制、传统递送方式及其发展出的ReMOT和DIPA-CRISPR递送方法在昆虫研究中的应用现状与前景进行了综述,以期为更多物种的基因编辑研究提供参考。

利用CRISPR/Cas9系统改造酿酒酵母的研究进展

酿酒酵母是常用的工业生产菌株,改造酿酒酵母以提高其生产性能极为重要。然而,传统的改造方法存在步骤繁琐、周期长等问题。CRISPR/Cas9系统是在细菌和古细菌发现的自适应防御系统。目前CRISPR/Cas9系统已经成为基因组编辑的有力工具,能够同时改造酿酒酵母的多个基因。本文综述CRISPR/Cas9系统各组分的作用和系统的构建,介绍sgRNA靶序列的设计原则和代表性设计工具,总结对酿酒酵母进行多基因编辑的策略,以及CRISPR/Cas9系统存在脱靶和编辑效率低的问题和应对展望,为更好地应用CRISPR/Cas9系统改造酿酒酵母提供参考。

基于CRISPR/Cas9系统建立新吉富罗非鱼双等位基因敲除技术——以SLC24A5基因为例

目前,簇状规则间隔短回文重复序列(clustered regularly interspaced short palindromic repeat,CRISPR)相关蛋白Cas9系统(CRISPR/Cas9)已经成为提高真核生物基因组编辑效率的主要技术。然而,对于像罗非鱼这样繁殖周期较长的物种,CRISPR/Cas9技术由于低纯合效率,在进行大规模遗传筛选研究时面临一定的困难。为了解决这一问题,以罗非鱼为模型,以SLC24A5基因为例,开发了一种高效的CRISPR/Cas9方法,能够在注射的胚胎中以相对稳定的概率直接实现F_(0)代的双等位基因敲除。具体而言,采用两个高效的gRNA进行混合,Cas9蛋白的浓度为800 ng·μL^(-1),Cas9蛋白与gRNA的质量比例为4:1,注射剂量控制在1 nL,即800 pg的Cas9蛋白和200 pg的gRNA。这一敲除技术使得在新吉富罗非鱼(Oreochromis niloticus)的F_(0)代注射胚胎中,能够直接产生表型外显率(Lv.1、Lv.2、Lv.3和Lv.4)为71%的个体,其中显著表型外显率(Lv.1和Lv.2)为17%。这一技术突破为罗非鱼的遗传筛选提供了便利和高效的手段。

CRISPR/Cas9系统在临床医学研究的应用与改进

癌症与遗传疾病等难治性疾病的发生发展一般是多因素协同的结果,涉及复杂的信号网络及多生物分子的相互作用。了解其中驱动的关键元素有助于为临床上的治疗和研究打开新的突破口。然而,探究驱动元素用于难治性疾病治疗的挑战之一是缺乏方便、可编程的基因编辑工具。近年来,新型的CRISPR/Cas9系统由于其组分简单、基因编辑效率高等特点逐渐成为临床医学研究中应用最为广泛的基因编辑工具。本文介绍了CRISPR系统应用于临床研究中的相应进展和潜在挑战。阐述了基于CRISPR系统sgRNA序列重构能改变靶向性及系统本身的可编程性等特性,其可在进行适当的改造和修饰后实现对活细胞染色体的实时成像,用以了解生物体在面临外界刺激时基因组的时空调节。评估了CRISPR系统在基因筛选、免疫治疗和遗传疾病治疗方面的重大价值,尤其是CRISPR系统进行相应改造后系统用在临床研究中安全性与功能性的提升。介绍了CRISPR系统在临床研究中的应用障碍、局限以及对其相应的优化改造,展望CRISPR/Cas9基因编辑技术的应用前景及其在临床医学领域的发展优势,以期能为CRISPR系统的进一步应用与优化提供参考。

靶向小鼠Abcb11基因CRISPR/Cas9系统的构建及效率检测

目的:ABCB11基因突变是肝内胆汁淤积症2型(PFIC-2)的主要病因,本研究试图构建特异性靶向小鼠Abcb11基因的CRISPR/Cas9系统,并检测该系统的基因编辑效率。方法:根据小鼠Abcb11基因的DNA序列,设计3条sgRNA导向序列,通过构建sgRNA表达载体,将sgRNA质粒和Cas9质粒一起转入N2a细胞,药物筛选,阳性细胞DNA的PCR产物测序以及TA克隆测序等实验,完成基因编辑系统构建及效率检测。结果:sgRNA3导向序列可用于编辑小鼠Abcb11基因,编辑效率为61.54%。结论:靶向小鼠Abcb11基因的编辑系统构建成功,且有较高的编辑效率,为后续建立精准模拟人类PFIC-2疾病的小鼠模型以及临床治疗奠定了基础。

CRISPR/Cas9系统在寄生原虫基因编辑中的应用

原虫生活史复杂,大部分难以通过体外培养完成整个生活史,缺乏高效的基因编辑系统。CRISPR/Cas9系统可以通过人工设计的方式,实现基因的精确、高效、快速编辑,被广泛应用于基因工程各个领域。CRISPR/Cas9系统为原虫的未知功能基因研究开辟了新途径。本文介绍CRISPR/Cas9系统的原理和目前在寄生原虫中的基因定位、基因功能研究、高通量基因家族筛选等方面的应用。

利用CRISPR/Cas9系统敲除ITGB6基因对人结肠癌HT-29细胞生物学行为的影响

目的 探讨整合素β6(ITGB6)基因敲除后对人结肠癌HT-29细胞生物学行为的影响。方法 通过CRISPR/Cas9技术构建ITGB6敲除的HT-29细胞(ITGB6-KO)作为敲除组,选择空白转染细胞作为对照组。通过Western blot法检测ITGB6表达,通过MTT实验、平板克隆形成实验和Transwell侵袭实验检测敲除ITGB6基因对HT-29细胞的增殖能力、克隆形成能力和侵袭能力的影响。结果 Western blot和DNA测序结果显示CRISPR/Cas9技术有效敲除ITGB6基因。MTT实验、平板克隆形成实验和Transwell侵袭实验显示敲除ITGB6基因能够抑制HT-29细胞增殖能力、克隆形成能力和侵袭能力(P <0.01)。结论 CRISPR/Cas9技术能够有效建立敲除ITGB6基因的结肠癌HT-29细胞系,ITGB6敲除后HT-29细胞恶性生物学行为受到抑制,ITGB6基因有望成为结肠癌治疗的潜在靶点。

CRISPR/Cas9系统介导的猪MRC1修饰基因降低PCV2复制的研究

旨在获得MRC1基因修饰的PCV2靶细胞并在体外验证该细胞对PCV2的抑制作用,为后续基因编辑猪的生产提供理论基础。本研究:1)首先利用基因工程技术建立了慢病毒介导的高效同源重组载体和CRISPR/Cas9基因靶向系统;2)通过细胞和分子生物学技术筛选了定点整合表达MRC1的PK15细胞系;3)随后通过细胞试验和PCV2的攻毒试验对其抗PCV2的作用进行了相关验证。结果:1)成功构建了含有红色荧光标记基因、嘌呤霉素标记基因、同向LoxP序列和多克隆位点的pLV-LoxP-mCherry-puro-LoxP载体,同时根据不同猪品种间MRC1基因启动子差异序列设计同源臂,成功构建同源重组载体和靶向同源臂的CRISPR/Cas9基因靶向载体;2)通过病毒包装和共转染的方法,利用嘌呤霉素筛选并验证了MRC1启动子基因编辑的PK15细胞株,成功将MRC1基因转录起始位点上游多出的14 bp敲入到PK15细胞中;3)随后对基因编辑的PK15细胞系进行抗病毒验证,MRC1基因编辑的PK15细胞株MRC1的蛋白表达量显著增高(P<0.05),同时显著降低了PCV2的复制(P<0.05)。MRC1启动子编辑的PK15细胞中MRC1蛋白表达量显著增高,该位点可以用于抗PCV2猪的制备。

基于CRISPR/Cas9系统制备猪Pax2基因敲除细胞系

肾脏发育缺陷或缺失的猪模型可为人源化肾脏器官在异种动物体内再生提供“发育空位”,因此敲除肾脏发育关键基因Pax2(Paired box2)获得该动物模型是肾脏再生的关键步骤。本文利用生物信息学分析软件比对分析了不同物种间Pax2蛋白结构,明确了猪Pax2蛋白在氨基酸序列、二级结构和三级结构方面与人、小鼠具有相似性。结合Pax2蛋白在人和小鼠肾脏发育中的功能,选择猪Pax2基因第8外显子序列作为打靶目标区间,设计并构建了用于敲除猪Pax2基因的CRISPR/Cas9打靶载体。在检测CRISPR/Cas9载体打靶猪Pax2基因效率的基础上,利用细胞核转染和G418药物筛选获得巴马小型猪细胞单克隆。通过PCR、T载体克隆和Sanger测序检测各细胞单克隆Pax2基因的敲除情况,鉴定出33个双等位基因敲除Pax2基因的巴马小型猪细胞系,敲除效率达到45.21%(33/73)。本研究为肾脏缺失或肾发育不全的猪模型的获得奠定实验基础,同时为后续在猪体内再造人源化肾脏以及肾发育疾病的研究提供了研究材料。

不同Cas9启动子对大豆CRISPR/Cas9系统效率的作用分析

CRISPR/Cas9系统作为高效基因编辑系统,已被广泛应用于动植物中。多种Cas9基因启动子,如RPS5A、YAO等被报道用于提高CRISPR/Cas9系统的基因编辑效率。但在大豆中,不同Cas9启动子对CRISPR/Cas9基因编辑系统效率的影响还没有被阐明。本研究选择了6个已知功能的高效Cas9启动子(p35S、pGmRPS5Ab、pGmRPS5Ac、pAtRPS5A、pGmYAO、pZmUbiquitin)和1个大豆内源未知功能的启动子(pGmHE),构建CRISPR/Cas9基因敲除载体。通过农杆菌介导的大豆发根系统,检测这些Cas9启动子对大豆内源基因GmSPA1a和GmEID1的编辑效率,结果显示大豆内源启动子pGmRPS5Ab对靶基因的编辑效率最高,pAtRPS5A、p35S、pZmUbiquitin对下游基因的编辑效率高于pGmYAO和pGmRPS5Ac。进一步对靶位点测序峰图的分析发现,使用了pGmRPS5Ab和pAtRPS5A启动子的测序峰图中,高峰占比较大,分别为64.0%和58.6%;而使用p35S的测序峰图中,低峰占比较高,为63.3%。这表明pGmRP5SAb和pAtRPS5A启动子不但编辑效率高,而且编辑效果好,更有利于在下一代中分离出纯合突变体植株。这些结果将为构建高效大豆基因编辑载体提供参考,为提高大豆基因编辑效率提供依据。

利用改良的CRISPR/Cas9系统构建猪PPARD载体及效率检测

为了构建猪PPARD基因编辑载体并进行基因编辑效率检测,本研究利用改良的双位点编辑CRISPR/Cas9载体系统,根据PPARD基因结构和序列特点,设计2个能靶向切割PPARD基因的sgRNA序列,将2个PPARD sgRNA表达盒以串联的形式连接到一个CRISPR/Cas9载体中。将构建的质粒转染PK15细胞,提取各组细胞DNA,PCR扩增突变区域后,通过序列测定在DNA水平检测载体编辑效率。分别提取各组细胞总RNA及细胞总蛋白,利用qRT-PCR及Western blot在基因表达及蛋白表达水平上检测重组载体的基因编辑效率。结果发现,PPARD-2KO组DNA总突变率为45.83%(22/48);与正常对照组相比,PPARD基因编辑组中PPARD mRNA显著下降84%(P<0.01),PPARD蛋白表达量显著下降61%(P<0.01)。本研究利用改良的CRISPR/Cas9载体系统成功构建了高效PPARD基因编辑载体,并且未经药物筛选即可在细胞上实现高效率基因编辑,将大幅提高后续筛选单细胞克隆效率,推进对PPARD基因的功能研究。

基于CRISPR/Cas9系统建立GPR108缺失的THP-1细胞株及其功能初步研究

目的建立稳定敲除G蛋白偶联受体108(GPR108)基因的人单核细胞白血病细胞系(THP-1),并初步研究其功能。方法根据人GPR108基因序列设计,合成可应用于成簇有规律的间隔短回文重复序列及其相关蛋白9(CRISPR/Cas9)的单链引导RNA(sgRNA1和sgRNA2)对应的DNA,利用分子克隆技术在pL-CRISPR.EFS.GFP慢病毒载体中插入sgRNA1和sgRNA2序列,构建重组载体(pL-CRISPR.EFS.GFP-sgRNA1和pL-CRISPR.EFS.GFP-sgRNA2)。将测序正确的重组体与包装质粒(pMD2.G和psPAX2)共转染293T细胞进行病毒包装,收集病毒液并感染THP-1细胞。利用流式细胞分选技术分离GFP+细胞于96孔培养板中,培养获得单细胞克隆。利用聚合酶链式反应(PCR)和蛋白免疫印迹法(Western blot)检测THP-1细胞中GPR108是否敲除成功。应用脂多糖(LPS)刺激GPR108-/-和GPR108+/+的THP-1细胞,Western blot法检测细胞内白细胞介素-8(IL-8)的表达,流式微球技术(CBA)检测细胞培养上清液中的IL-8浓度。结果成功构建重组慢病毒载体pL-CRISPR.EFS.GFP-sgRNA,转染THP-1细胞后通过流式细胞仪分选获得单细胞克隆F9。PCR和Western blot法均证实F9是GPR108-/-THP-1单细胞克隆。LPS刺激GPR108-/-和GPR108+/+THP-1细胞,Western blot和CBA的结果均显示敲除GPR108的THP-1细胞中IL-8的合成和分泌明显减少。结论成功建立GPR108缺失的THP-1细胞株;缺失GPR108的THP-1细胞在受到LPS刺激时产生的趋化因子IL-8显著降低。为后续研究GPR108在免疫炎症中的作用奠定了基础。

利用CRISPR/Cas9系统构建LMNA基因突变 AC16人心肌细胞系

LMNA基因突变引发核纤层蛋白(LaminA/C)及其互作蛋白表达异常,引起机体一系列生理学反应,导致核纤层蛋白病发生,目前其具体致病机制尚不清楚。本文利用CRISPR/Cas9技术,选取符合sgRNA筛选原则的致病突变位点,成功构建了携带LMNA突变Q517X的细胞系,并对突变细胞系与LaminA/C相连或互作的LaminB1、PCNA、P53、PKCα等基因的RNA表达水平与蛋白表达水平及突变细胞核膜骨架形态进行检测,发现:Q517X突变细胞的LaminB1、P53、PCNA基因mRNA表达量显著降低约70%;LaminA/C蛋白几乎不表达,PKCα、LaminB1、P53等蛋白的表达量分别降低75%、60%、80%。结果表明,Q517X突变通过改变AC16人心肌细胞LMNA相关基因的表达进而影响细胞核正常骨架结构与功能。