以CRSIPR/Cas9技术删除CTLA-4后CTL抗裸鼠结肠癌移植瘤的效果

目的:探讨使用CRSIPR/Cas9技术删除CTL的免疫检查点CTLA-4后CTL的抗裸鼠结肠癌移植瘤的效果及其作用机制。方法:针对CTLA-4设计特异性小向导RNA(small guide RNA,sgRNA)并构建sgRNA/Cas9质粒,使用慢病毒载体转染质粒至CTL获得删除CTLA-4的CTL(CTLA-4 KO CTL),并验证质粒的转染效率和CTLA-4的删除效率。BALB/c裸鼠随机分为2组进行实验,预防性注射CTLA-4 KO CTL(实验组)及CTL(对照组),3 d后接种结肠癌细胞株LS174-T,观察成瘤率及成瘤时间。建立结肠癌移植瘤裸鼠模型,成瘤后裸鼠随机分为2组,分别给予CTLA-4 KO CTL(实验组)及CTL(对照组)进行细胞治疗,观察移植瘤的体积、裸鼠的生存时间,并检测移植瘤裸鼠血清中TNF-α及IFN-γ分泌水平。结果:设计sgRNA并成功构建以慢病毒为载体的CRSIPR/Cas9系统,使用构建好的CRSIPR/Cas9系统转染CTL细胞,转染效率最高可达(28.80±0.62)%,转染后以流式细胞术检测CTLA-4的删除效率,CTLA-4 KO CTL组的CTLA-4表达较CTL组显著降低[(0.91±0.25)%vs(42.70±2.72)%,P<0.01]。预防实验中,实验组结肠癌移植瘤发生率明显低于对照组(33.33%vs 100.00%,P<0.01)。治疗实验中,实验组肿瘤体积较对照组显著减少[(503.0±23.9)vs(911.2±51.4)mm^3,P<0.05],实验组裸鼠相较于对照组生存时间明显延长(中位生存期:78 vs 42 d,P<0.05),实验组裸鼠血清TNF-α[(268.93±17.04)vs(148.26±20.07)pg/ml,P<0.05]及IFN-γ[(315.38±18.67)vs (202.92±29.32) pg/ml,P<0.05]的分泌水平较对照组明显增高。结论:以CRSIPR/Cas9技术成功删除CTL中免疫检查点CTLA-4后可以显著抑制裸鼠结肠癌移植瘤的成瘤率、增强CTL对荷结肠癌裸鼠的抗肿瘤作用,并明显增高荷瘤鼠血清中TNF-α和IFN-γ水平。

利用CRISPR/Cas9技术构建斑马鱼prkd1基因敲除品系

蛋白激酶D1 (protein kinase D1, PKD1;也称作PRKD1)是蛋白激酶家族成员之一,该家族由3种结构相关的应激激活酶组成,可调节机体多种生物学功能,主要涉及细胞增殖、分化、凋亡、免疫调节、心脏收缩、血管生成和癌症等,其中PRKD1与心脏肥大、收缩和缺血再灌注损伤的底物磷酸化有关。相关研究报道,先天性心脏病患者存在PRKD1基因突变,但其在心脏中的特异性功能和分子机制并未阐明。为了便于后期研究PRKD1基因在人类早期心脏发育的作用机制,本文拟利用CRISPR/Cas9技术构建斑马鱼prkd1基因敲除品系。首先,通过生物信息学网站筛选出两个最佳的基因敲除靶位点,合成相应靶位点的单链向导RNA (single guide RNA,sg RNA)和引物;然后,将两个靶位点的sg RNA进行体外转录,并将其与Cas9蛋白混合后共同注射到斑马鱼的1-细胞期;最后,对基因敲除后的F0、F1、F2及F3代斑马鱼的胚胎和成鱼进行有效性鉴定及表型观察。结果显示,靶位点附近出现了不同程度的碱基缺失;成功构建了F1代能够稳定遗传的prkd1基因敲除的3个亚系;与野生型相比, F3代纯合子胚胎表现出不同程度的心腔膨大、环化异常及心管线性化等畸形现象。综上可知,本研究利用CRISPR/Cas9技术成功构建了斑马鱼prkd1基因敲除品系,为进一步研究该基因在人类心脏发育中的特异性功能提供了有益参考,并为后期的先天性心脏病筛查和精准医疗提供了重要依据。

CRISPR/Cas9基因编辑技术在羊育种功能基因验证中的应用研究进展

基因编辑技术是一种对目的基因进行特定修饰的技术,被广泛应用于生物育种、疾病模型构建等研究领域。CRISPR/Cas9系统由重复和间隔单元组成的CRISPR阵列和一个Cas基因座位组成,能够对生物体性状进行目的基因定点编辑,具有简单、精确且高效的特点。CRISPR/Cas9基因编辑技术通过引入基因敲除、基因敲入、缺失、点突变和单核苷酸突变等不同形式的修饰广泛应用于畜禽的基因编辑,以研究畜禽关键基因功能,从而加速性状改良。相较于猪、鸡等其他畜禽,CRISPR/Cas9技术对羊的研究相对滞后。文章重点阐述了CRISPR/Cas9基因编辑技术在羊育种功能基因验证中的应用,对其在产肉性状、纤维性状、泌乳性状和人类疾病模型等方面的应用研究进展及前景进行了简要概述,以期为我国羊产业的可持续发展提供参考。

基于CRISPR/Cas9技术构建猪KLF4基因敲除细胞系及其对细胞活性的影响分析

【目的】试验旨在利用CRISPR/Cas9技术构建Krüppel样因子4(Krüppel-like factor 4,KLF4)基因敲除的猪小肠上皮细胞,并探究KLF4基因敲除对于细胞活性和细胞周期的影响。【方法】在猪KLF4基因转录本第1外显子区域设计3条sgRNAs(sgRNA1、sgRNA2和sgRNA3),经退火形成的双链DNA与线性化pGK1.1载体连接,产物转化大肠杆菌Top10感受态细胞进行鉴定,并将重组载体转染至猪小肠上皮细胞(IPEC-J2)。PCR扩增敲除位点附近序列,并通过测序判断sgRNA敲除效率;利用CruiserTMEnzyme酶切鉴定阳性细胞克隆,通过TA克隆测序鉴定敲除序列;利用Western blotting检测基因敲除细胞中KLF4蛋白表达情况。利用CCK-8和流式细胞术检测KLF4基因敲除后细胞活性和细胞周期的变化。【结果】重组载体测序结果显示,sgRNAs与pGK1.1成功连接。分析敲除效率发现,3个sgRNAs均可对靶序列进行敲除,其中sgRNA3有较高的敲除效率。PCR产物经CruiserTMEnzyme酶切筛选出2个阳性单克隆细胞。TA克隆测序分析发现,KLF4基因2个等位基因序列分别缺失116和137 bp。Western blotting结果表明,KLF4基因敲除细胞中未见KLF4蛋白表达。细胞活性及细胞周期分析显示,敲除KLF4基因极显著抑制了细胞活性(P<0.01),并导致G0/S细胞周期阻滞。【结论】本研究利用CRISPR/Cas9技术构建了KLF4基因敲除的IPEC-J2细胞,且KLF4基因敲除可抑制细胞活性,并引起G0/S细胞周期阻滞。KLF4基因敲除细胞可为进一步探究KLF4基因功能及分子机制提供材料。

CRISPR/Cas9基因编辑技术在植物抗病性改良中的应用综述

植物病害是影响作物生长的重要因素之一,对世界粮食安全构成很大的威胁,培育优良的抗病品种成为最优策略。CRISPR/Cas9基因编辑技术自问世以来备受关注,因该系统简单、高效、稳定的特点,逐渐成为分子育种领域重要的技术手段。本综述简单回顾了CRISPR/Cas9基因编辑技术的技术原理和在植物中的应用情况,系统总结了该技术在植物抗真菌、细菌和病毒方面的应用。还列举了可用于提高植物抗病性的基因位点以及真菌、细菌和病毒等病原物的致病相关基因位点编辑应用情况,探讨了该技术主要的优势和不足,以及未来应用的前景和挑战,以期为今后研究提供参考和借鉴。

基于CRISPR/Cas9技术建立Lepr与eNos双基因敲除的糖尿病肾病小鼠模型

目的基于CRISPR/Cas9基因编辑技术建立瘦素受体基因(leptin receptor,Lepr)与血管内皮一氧化氮合酶基因(endothelial nitric oxide synthase,eNos)双基因敲除(double-knockout,DKO)小鼠模型,构建晚期糖尿病肾病小鼠模型。方法根据eNos基因制备对应的gRNA,将CRISPR-Cas9体系显微注射于C57BL/Ks(BKS)背景小鼠的受精卵内。将受精卵转移至有假孕状态雌性小鼠的输卵管内部。幼鼠出生后经聚合酶链反应(polymerase chain reaction,PCR)鉴定及测序分析分选出为eNos^(+/-)基因型的F0代阳性小鼠,获得BKS背景下的Lepr基因杂合小鼠,即基因型为Lepr^(db/m)的Lepr-F0代杂合子小鼠。将eNos-F0与Lepr-F0代小鼠杂交,获得eNos^(+/-)/Lepr^(db/m)双杂合F1代小鼠,将双杂合F1代小鼠进一步交配,筛选得到Lepr与eNos双基因敲除小鼠。采用PCR法鉴定小鼠基因型,按基因鉴定结果分为野生型(wild-type,WT)组与DKO组小鼠。监测各组小鼠体质量、血糖与饮水进食量;采用酶联免疫吸附法(enzyme-linked immunosorbent assay,ELISA)检测小鼠尿白蛋白与尿肌酐水平,并计算尿白蛋白排泄率;苏木精-伊红(hematoxylin-eosin,HE)与过碘酸六胺银(periodic acid-silver metheramine,PASM)染色检查各组小鼠肾组织病理改变。结果PCR检测结果显示,成功构建lepr^(db/db)/eNos^(-/-)DKO小鼠。与同窝对照组相比,DKO小鼠的体质量、血糖水平与饮水进食量均显著高于同窝对照小鼠。DKO小鼠的尿白蛋白与尿白蛋白排泄率显著高于WT小鼠。病理学结果显示,DKO小鼠的肾小球体积明显增大,系膜基质增生明显。结论基于CRISPR/Cas9基因编辑技术可成功构建lepr^(db/db)/eNos^(-/-)DKO小鼠,DKO小鼠可反映糖尿病肾病的典型表现,为深入研究糖尿病肾病的作用机制提供动物模型。

利用CRISPR/Cas9技术构建ACBD3基因敲除Hela细胞系

利用CRISPR/Cas9技术敲除Hela细胞的乙酰辅酶A结合结构域3(ACBD3),构建ACBD3基因敲除的Hela细胞系,便于后续研究ACBD3对肺炎衣原体(Chlamydia pneumoniae)生长发育的影响及相关信号通路。根据CRISPR/Cas9设计原则,设计向导RNA(sgRNA),将sgRNA与Cas9蛋白即RNP复合物通过电转染至Hela细胞,挑取单克隆细胞进行培养鉴定,利用Western blot和免疫荧光法检测ACBD3蛋白表达情况。测序显示成功构建敲除细胞株,Western blot和免疫荧光结果显示ACBD3蛋白不表达。利用CRISPR/Cas9技术成功构建ACBD3基因敲除的Hela细胞系,为进一步研究该基因对Cpn生长发育的作用及相关信号通路奠定了基础。

利用CRISPR/Cas9技术靶向敲除番茄SlMYBL基因

MYB类蛋白家族是所有真核生物中存在的庞大且功能丰富的一类转录因子,MYB蛋白主要参与形态建成、次生代谢等进而参与植物的非生物胁迫。文章通过比对美国国家生物技术信息中心(National Center for Biotechnology Information,NCBI)数据库,在番茄中发现了一个具有EAR转录抑制子的R1-MYB类转录因子,即SlMYBL,通过同源克隆获得SlMYBL基因的全长cDNA。SlMYBL基因在番茄的所有组织中均有表达,在果实中的表达量相对较高,其次是根和叶片。有研究表明R1-MYB类转录因子可参与植株的逆境应答,为了解SlMYBL是否响应逆境应答,文章定量分析了番茄在不同胁迫处理下SlMYBL基因的转录水平,发现其转录水平在盐胁迫下明显降低,而对甘露醇胁迫并没有明显的差异,表明SlMYBL基因可能参与了番茄植株响应盐胁迫的过程。为研究SlMYBL基因作用的分子机理,进一步构建了该基因的CRISPR表达载体,并获得SlMYBL基因的CRISPR敲除转基因番茄。该研究为发现SlMYBL基因在植物生长发育中的作用奠定了一定的理论基础。

利用CRISPR/Cas9技术构建Pmepa1基因敲除的TCMK1小鼠肾小管上皮细胞系

【目的】利用CRISPR/Cas9技术构建Pmepa1基因敲除的TCMK1小鼠肾小管上皮细胞系,并探讨Pmepa1敲除对TGF-β刺激下TCMK1细胞纤维化的影响,为研究Pmepa1在纤维化模型中的作用提供细胞模型。【方法】根据CRISPR/Cas9设计原则设计靶向小鼠Pmepa1基因组序列的sgRNA序列,构建pX333载体并转染进入TCMK1细胞,采用流式分选m Cherry阳性细胞、单克隆细胞扩增和测序鉴定Pmepa1敲除细胞,Western blot验证Pmepa1基因敲除情况。采用RT-PCR和Western blot分析Pmepa1敲除对TGF-β1诱导的R-Smad的活化和纤维化的影响。【结果】将sgRNA设计在Pmepa1第2个外显子,pX333-Pmepa1质粒转染TCMK1细胞48 h后,观察到mCherry荧光蛋白的表达,流式细胞分析转染效率约为17%,pX333-Pmepa1质粒转染阳性细胞经流式分选和单克隆扩增培养,得到19个细胞克隆,对Pmepa1基因位点上sgRNA靶点序列PCR扩增测序分析发现2个双等位基因移码突变细胞,Western blot验证Pmepa1蛋白表达缺失,表明Pmepa1基因敲除TCMK1细胞株构建成功,与未敲除细胞相比,Pmepa1敲除细胞在TGF-β1刺激下,p-Smad2和p-Smad3的表达显著升高,并且促进纤维化基因Fibronectin和Collagen I的表达。【结论】利用CRISPR/Cas9技术成功构建Pmepa1基因敲除TCMK1小鼠肾小管上皮细胞系,为Pmepa1蛋白的功能研究建立了细胞模型以及Pmepa1在纤维化中的重要作用。

CRISPR/Cas9基因编辑技术在精准肿瘤学研究中的应用

CRISPR/Cas9基因编辑技术通过精准定位和修改基因序列,可以识别与细胞增殖、迁移、侵袭和化疗耐药性相关的基因,不仅为理解肿瘤发生发展的分子机制奠定了基础,还为实现肿瘤的精准治疗提供了一种方便、高效的方法。由于其具有低成本、高效率的优点,被广泛地应用于精准肿瘤学的基础和临床研究当中,包括用于探寻抗肿瘤药物耐药靶点、筛查驱动基因、优化CAR-T和TCR-T细胞,以及筛选肿瘤靶向基因等。目前,已开展了十余项项使用CRISPR/Cas9技术治疗肿瘤的临床试验,策略多为利用CRISPR/Cas9技术敲除T细胞中的免疫检查点基因后回输患者,以达到免疫激活的效果,大多数研究仍处于Ⅰ期和Ⅱ期阶段。尽管CRISPR/Cas9基因编辑技术在肿瘤研究与治疗领域展现出了巨大潜力,但仍需面对脱靶效应,以及永久编辑可能带来的弊端等瓶颈,其实际临床效用仍有待更多的深入研究和大规模临床试验的严格验证。

编辑ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因的串联DsRed荧光表达盒的CRISPR/Cas9系统的构建及验证

CCT家族基因影响植物开花,在玉米中,ZmCCT10、ZmCCT9基因是光周期敏感基因,ZmGhd7基因是与开花期相关的基因。利用CRISPR/Cas9技术靶向编辑ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因为研究基因的功能和快速改良玉米的开花期提供了可能。本研究以玉米ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7基因为编辑对象,以KN5585为稳定转化受体、以CML312SR、LCL-1、LCL-2为预改良的晚熟材料受体,首先通过Sanger测序验证了3个基因靶标区域在4份玉米材料中的保守性,其次根据sgRNA设计原则选择了1个sgRNA复合编辑3个基因,并利用同源重组方法构建了将由胚特异性启动子Zm3896驱动的DsRed表达盒和由ZmU6-2启动子驱动的sgRNA表达盒串联的CRISPR/Cas9基因编辑敲除载体CCT-CPD,然后采用酶切法和Sanger测序法分析T0代KN5585中3个基因的突变率和突变类型,验证了该系统的基因编辑效果,最后通过对稳定遗传转化植株所结籽粒在籽粒水平、组织水平进行DsRed荧光标记表型鉴定,验证了该系统中DsRed荧光筛选标记的有效性。在此基础上,通过杂交育种法以晚熟材料为母本、以T1代KN5585阳性株为父本获得F1并经过DsRed荧光筛选获得含有有效编辑转基因元件的晚熟材料。本研究构建的编辑ZmCCT10/ZmCCT9/ZmGhd7基因的串联DsRed荧光表达盒的CRISPR/Cas9系统为创制单基因突变体,双基因突变体,三基因突变体奠定了基础,该系统中DsRed荧光筛选标记的应用可以快速筛选区分有无转基因成分的玉米籽粒,成本低,鉴定效率高,具有大规模籽粒筛选的潜力,本研究为鉴定ZmCCT10、ZmCCT9、ZmGhd7三个基因的功能和创制玉米光周期钝感材料奠定了材料基础和高效的技术基础。

基于CRISPR/Cas9联合Cre-LoxP方法的Ddx3x肝脏条件性敲除小鼠模型的构建与鉴定

目的采用CRISPR/Cas9联合Cre-LoxP方法构建DEAD-box RNA解旋酶3X连锁(DEAD-box RNA helicase 3X-linked,Ddx3x)肝脏条件性敲除小鼠。方法设计特异的sgRNA序列,在Ddx3x基因外显子4~10两端插入LoxP序列,构建Ddx3x-flox小鼠。采用PCR方法对F0代和F1代小鼠进行基因鉴定。将Ddx3x-flox F1代小鼠与特异性表达Alb-Cre的工具鼠交配,获得肝脏条件性敲除Ddx3x基因小鼠(Ddx3x^(Δhep))。采用PCR方法和Western blotting方法分别检测Ddx3x^(Δhep)基因小鼠目的基因与蛋白的表达。选取8周龄雄性野生型C57/6J小鼠、Ddx3x^(Δhep)小鼠、Ddx3x^(fl/fl)小鼠,测定血清ALT、AST水平评价肝脏肝损伤情况。结果对F1代小鼠基因PCR鉴定的结果表明,基因型符合Ddx3x^(fl/fl);F1代小鼠与Alb-Cre小鼠杂交,子代与Ddx3x^(fl/fl)小鼠杂交,即获得Ddx3x^(Δhep)小鼠;PCR与Western blotting结果显示,目的小鼠肝组织中Ddx3x基因和蛋白表达显著降低。此外,Ddx3x^(Δhep)小鼠无胚胎致死现象,出生后生理状况良好。正常饲养条件下,Ddx3x^(Δhep)小鼠与Ddx3x^(fl/fl)小鼠及野生型小鼠相比,血清ALT、AST指标及体质量差异均无统计学意义(P>0.05)。结论基于CRISPR/Cas9联合Cre-LoxP方法成功构建了Ddx3x^(Δhep)小鼠动物模型,为后续研究Ddx3x在肝脏中的生物学功能及作用机制奠定了良好的基础。

CRISPR/Cas9技术在昆虫基因功能研究中的应用及优化

主要概述了CRISPR/Cas9技术应用于涉及鞘翅目、鳞翅目、膜翅目、半翅目、直翅目和双翅目的昆虫在色素沉着、抗性、嗅觉、交配和性别发生等方面的研究进展,包括基因敲除和基因敲入技术的应用,同时总结了目前CRISPR/Cas9系统的优化方案,最后对改良CRISPR/Cas9系统在昆虫基因组学研究和农业害虫防控的应用前景进行了展望。利用基因编辑技术对昆虫基因功能进行探究是除基因过表达、RNA干扰等方法外的一种有效策略。CRISPR/Cas9技术是近年来出现并迅速发展的第三代基因编辑工具,以操作简便、成本低和编辑效率高等优点而被广泛应用于生物科学中的各个分支。

CRISPR/Cas9基因编辑系统在作物抗性品种选育中的应用

CRISPR/Cas9基因编辑技术因周期短、效率及精确度高、载体构建简单等优点,成为目前作物抗性品种选育的最佳分子育种工具。概述了CRISPR/Cas9基因编辑系统的基本原理,分析总结了该系统在作物抗旱性、抗盐性、抗冷性、抗重金属盐及抗除草剂品种选育中的应用,以期为进一步利用CRISPR/Cas9基因编辑技术选育更多优质作物抗性品种提供参考。

应用CRISPR/Cas9技术构建Tet-on调控表达uPA的人源化肝细胞嵌合小鼠

目的构建Tet-on调控小鼠肝脏特异性表达uPA基因的NOD-SCID背景的转基因小鼠,并通过人肝癌细胞移植修复小鼠亚急性肝损伤进而构建人源化肝细胞嵌合小鼠。方法采用CRISPR/Cas9技术,在gRNA引导下,Cas9核酸内切酶于Rosa26基因位点切割并编辑,插入目的基因pTight-uPA-pA-Alb promoter-rtTA-pA表达框。使目的基因能跟随染色体稳定遗传,生物学功能保持稳定。新培育的转基因小鼠分为4组:诱导组(n=17)、移植组(n=16)、未诱导组(n=5)和空白对照组(n=5)。诱导组经强力霉素诱导3周,肝脏中表达的uPA能造成小鼠肝脏亚急性损伤;再通过人肝癌细胞移植修复。移植4周后,通过小鼠血清生化学、组织病理学,评估该人源化肝细胞嵌合小鼠的效果。结果诱导组小鼠血清中uPA、丙氨酸氨基转移酶(ALT)均高于未诱导组和空白对照组(P<0.01);移植组人白蛋白含量显著高于未移植组(P<0.01)。组织病理学HE染色发现人肝癌细胞参与小鼠肝组织的修复,激光共聚焦显微镜观察显示鼠肝脏中有人肝癌细胞聚集并表达人白蛋白,组化染色人角质蛋白(CK18)表达成阳性。结论新构建的转基因小鼠能通过强力霉素诱导小鼠肝脏中uPA表达,造成肝脏亚急性损伤,并通过人源肝癌细胞移植修复进而构建人源化肝细胞嵌合小鼠。

内含肽介导的撕裂Cas9:一种非转基因的植物基因编辑系统

CRISPR/Cas9技术在植物的基础研究以及谷物的遗传改造方面展现出了前所未有的潜力.目前植物基因编辑方法大多是基于农杆菌介导的遗传转化,该方法不仅涉及转基因过程,容易引发公众关注,同时该方法对较难转化的植物而言有一定的技术挑战.研究开发了一个简单的非转基因植物基因编辑方法,即采用病毒递送的方式将片段化的Cas9和gRNA运送到烟草中.为了适应马铃薯病毒X载体的运载能力,将金黄色葡萄球菌SaCas9分成3个部分,用2个片段化的内含肽将其连接成完整的Cas9蛋白.结果表明:在培养的细胞和植物叶片中,2个片段化的内含肽均能使3个片段化的Cas9重组为完整的Cas9蛋白.将3个片段化的载体和1个sgRNA载体注射到叶片中,能对PDS基因进行靶向编辑.该非转基因的植物基因编辑方法可能对其他多种植物有一定的应用效果.

CRISPR/Cas9基因组编辑技术及其在动物基因组定点修饰中的应用

CRISPR/Cas系统是细菌和古生菌中抵抗外源病毒或质粒入侵的获得性免疫系统,利用CRISPR RNAs(cr RNAs)引导Cas核酸酶沉默入侵的核酸。通过分子生物学改造使Ⅱ型CRISPR/Cas系统成为一种高效的基因组定点修饰技术,并且比锌指核酸酶(Zinc-finger nucleases,ZFNs)和TALE核酸酶(Transcription activator like effector nucleases,TALENs)结构更简单,更容易设计和应用。文章主要介绍了CRISPR/Cas9系统成为高效基因组定点修饰技术的发展历程、Ⅱ型CRISPR/Cas的工作原理和改造过程以及在动物基因组定点修饰的应用,剖析了该技术存在的问题和现有改进方案,并与成功案例相结合展望了CRISPR/Cas9系统的应用前景,以期为动物性状改良和人类疾病动物模型的创立提供新思路。

CRISPR-Cas9介导的基因组编辑技术的研究进展

CRISPR-Cas(clustered regularly interspaced short palindromic repeats-CRISPR-associated proteins)系统为细菌与古生菌中抵御外源病毒或质粒DNA入侵的获得性免疫系统。该系统在crRNA的指导下,使核酸酶Cas识别并降解外源DNA。其中,Ⅱ型CRISPR-Cas系统最为简单,仅包括一个核酸酶Cas9与tracrRNA:crRNA二聚体便可完成其生物功能。基于CRISPR-Cas9的基因组编辑技术的核心为将tracrRNA:crRNA设计为引导RNA,在引导RNA的指导下Cas9定位于特定DNA序列上,进行DNA双链切割,实现基因组的定向编辑。CRISPR-Cas9系统以设计操纵简便、编辑高效与通用性广等优势成为新一代基因组编辑技术,为基因组定向改造调控与应用等带来突破性革命。从CRISPR-Cas9介导的基因组编辑技术的发展与应用等方面综述其最新研究进展,并着重介绍该技术的关键影响因素,为相关研究者提供参考。

利用CRISPR/Cas9技术敲除斑马鱼ifi30基因

利用CRISPR／Cas9技术，在斑马鱼Daniorerio干扰素γ诱导蛋白30（ifi3D）基因的第一个外显子处选取靶位点，用PCR法构建gRNA，并进行体外转录。将体外转录的sgRNA和Cas9mRNA显微注射到斑马鱼1细胞期的受精卵中，实现对靶基因郑D的沉默。注射后24h检测发现，基因突变率在79％～95％之间，平均突变率为87．2％。为了获得稳定遗传的基因突变纯合系，将F0代与野生型斑马鱼进行配组，获得了3种突变类型的F1代，其突变率为30％。三种突变类型中突变1和突变2为移码突变，突变3删除了6个碱基，并未造成移码。突变1和突变2的F1代杂合个体生长发育未见异常。将杂合F1代自交，理论上将获得突变纯合个体，但仅在受精2h以内的胚胎中检测到了突变纯合个体，受精24h后的胚胎中，只有野生型和杂合型，未见突变纯合个体。推测ifi3D基因的移码突变造成了干扰素γ诱导蛋白的缺失，导致胚胎死亡。

CRISPR/Cas9基因编辑技术在临床研究中的伦理审查问题探讨

目的探讨CRISPR/Cas9基因编辑技术在临床研究中引发的伦理审查问题,为临床研究中涉及该技术的伦理审查注意事项提供参考。方法总结国内外CRISPR/Cas9基因编辑技术存在的伦理问题,分析其原因并提出符合我国国情新技术应用的建议。结果应该允许将基因编辑技术应用于体细胞基因治疗,禁止用于生殖系基因治疗和不考虑用来增强;鉴于CRISPR/Cas9缺乏明确的责任伦理主体,带来安全性、权利冲突和社会公平问题,需采取的措施包括加强文化沟通、尽快形成基因编辑技术伦理规范、在国家层面上设立独立的基因编辑技术项目伦理审查机构、健全法律规范、制定技术标准和伦理准则以及在国家层面应对基因编辑研究领域进行重点支持。结论鉴于CRISPR/Cas9技术潜在的临床应用,国家应逐步从禁止到限制性开展人类胚胎基因编辑技术的研究。伦理委员会要负起临床研究的伦理审查和监管。伦理委员会委员和伦理工作人员应加强相关新知识的学习,从受理涉及CRISPR/Cas9技术的临床科研项目到伦理审查都严格对接政策法规,确保有效审查基因编辑技术项目的伦理问题。