基于PiggyBac转座系统的低溢漏诱导型Tet-On过表达体系的建立及应用

为避免诱导基因稳定表达的Tet-On诱导表达系统溢漏表达,实现简便且高效的外源基因稳定诱导表达,本研究拟在Tet-On调控的转录水平基础上,将基于稳定配体Shield-1的不稳定结构域FK506结合蛋白引入目的基因的N端,从蛋白水平控制其本底表达水平.为验证该系统的效果,本研究以荧光蛋白TdTomato为报告基因,经流式分析结果证明优化后的体系较原体系的溢漏表达在蛋白水平上降低7倍左右.将该系统应用于基于小鼠胚胎干细胞的体外牙向分化模型,在诱导因子Dox和稳定配体Shield-1的协同作用下,诱导表达牙齿发育相关转录因子Hand2提高了牙向分化诱导的完成度.

基于PiggyBac转座系统的CD19-CAR载体的构建及功能鉴定

目的:开发基于PiggyBac(PB)转座系统的电转染CAR-T细胞制备方法并鉴定其体外抗肿瘤功能。方法:采用健康人外周血单个核细胞(PBMC)制备T细胞,通过分子克隆技术将CD19基因克隆到PB质粒(转座子)中后经电转染法将转座子和转座酶质粒导入激活的T细胞中,并测定其转染效率,最后运用流式细胞术及荧光素酶发光实验评估其对人Burkitt’s淋巴瘤Raji细胞的杀伤能力。结果:电转染制备的CD19 CAR-T细胞转染效率较高(>60%),呈剂量依赖性,且CAR-T细胞相对于Pan-T细胞对Raji细胞杀伤能力显著(P<0.05)。结论:开发的PB转座系统的电转染方法可行,在体外对肿瘤细胞具有显著的杀伤能力,具备临床运用于CD19 CAR-T细胞制备的潜力。

利用PiggyBac转座系统构建稳定表达鹅RIG-I的DF-1细胞系

维甲酸诱导基因-I(retinoic acid inducible gene-I,RIG-I)是最近几年发现的一种细胞内模式识别受体,能够特异性的识别并结合病毒RNA,进而发挥抗病毒效应。RIG-I在进化中相对保守,但已有报道和我们的前期研究显示:家禽中鸭和鹅体内均有RIG-I受体,但鸡却缺乏RIG-I受体。为了研究这种天然缺失对鸡是否有不利影响,本研究利用PiggyBac转座系统将鹅源RIG-I转染入鸡胚成纤维细胞系DF-1,两次亚克隆后获得单个克隆,以荧光、RT-PCR及Western blot进行鉴定,最终获得稳定表达鹅RIG-I的DF-1细胞系,为进一步研究鸡的先天性免疫机制和鹅RIG-I的功能打下基础。

piggyBac转座系统及其在哺乳动物基因操作中的应用

DNA转座子可以持久、有效地改变哺乳动物以及其他生物物种的基因组,是一类可以改变在其自身基因组中所处位置的遗传因子。piggy Bac转座系统是一种目前常用的哺乳动物基因工程研究工具,用于癌基因发现、转基因动物制备、体内基因转移以及体外细胞的基因修饰如多能性干细胞诱导分化等。此外,piggy Bac转座子还具有宿主基因组无痕剪切、目的DNA序列靶向整合等多种特性,因而在构建动物模型和基因治疗中得到了广泛应用。作为一种新的分子遗传工具,piggy Bac转座系统将在医学和生命科学研究中发挥越来越重要的作用。

基于PiggyBac转座系统构建稳定表达ABEmax基因的HEK293T细胞系

目的:使用PiggyBac(PB)转座系统在HEK293T细胞中敲入腺嘌呤碱基编辑工具ABEmax基因,构建稳定表达ABEmax基因的工具细胞系.方法:根据PB转座原理,将ABEmax基因和抗生素筛选基因以同源重组的方法插入到PB质粒内,构建pPB-ABEmax真核重组表达质粒.将重组质粒和辅助质粒共同转染至HEK293T细胞中,利用嘌呤霉素抗性筛选细胞,流式细胞仪分选单克隆细胞.单细胞扩增培养后,利用PCR鉴定ABEmax基因的插入水平,RT-qPCR鉴定ABEmax的表达水平以及利用sgRNA测试工具细胞的编辑水平.结果:成功构建pPB-ABEmax真核重组表达质粒,筛选出特异性插入ABEmax基因的HEK293T细胞系,HEK293T-ABEmax的基因编辑效率与HEK293T细胞转染Test-sgRNA与ABEmax的对照组无统计学差别(P>0.05).结论:利用PiggyBac基因编辑技术成功构建并获得了腺嘌呤碱基编辑工具ABEmax基因稳定表达细胞系.

piggyBac转座系统的功能改进及在哺乳动物中的应用

piggyBac(PB)转座系统具有转座效率高、删除精确、半随机插入和携带片段较大等优点。但是作为一种转基因实验的工具,特别是在哺乳动物个体水平的转基因方面,还需要提高其转基因效率,并降低外源基因随机插入对内源基因破坏的风险。近年来的研究结果显示,PB转座系统得到了进一步改进:采用PB转座酶与DNA特异性结合蛋白融合而构成的融合型转座酶,表现出外源片段有插入到染色体靶向位点的倾向;采用突变体筛选的方法提高了PB转座酶的活性,获得了只具有切除活性而没有插入活性的新型PB转座酶;采用PB转座系统与细菌人工染色体(Bacterial artificial chromosomes,BAC)载体联合使携带的外源片段长度提高到了207 kb。改进后的PB转座系统在基因组研究、基因治疗、诱导多能干细胞(Induced pluripotent stem cells,iPSCs)诱导及其分化方面发挥了较大的作用。文章对PB转座系统的最新研究进展和应用前景进行了综述。

piggyBac转座系统的发展及应用

转座子是指在原核和真核生物基因组上可以进行位置转换的DNA片段。转座子通过在原始位置上进行剪切或复制,经环化作用在转座酶辅助下插入到宿主基因组的其他位置,转座子发生位置转移的过程即为转座。转座子可以在基因组任意插入和切除,常用于哺乳动物细胞基因编辑的研究之中。相较于病毒介导的转染和传统转座子系统,piggy Bac（PB）转座子拥有多种优点,广泛应用于转基因及功能基因研究中。

PiggyBac转座系统在转mCherry基因斑马鱼上的应用

改造了Piggy Bac转座子供体质粒5'-PTK-3',将红色荧光蛋白基因(m Cherry)定向插入其中,构建得到了基因捕获载体质粒:PTK-m Cherry。通过显微注射,将Piggy Bac转座子供体质粒与Piggy Bac转座酶m RNA共注射于斑马鱼受精卵中,筛选得到了m Cherry的表达在时间及空间上均不同的转基因斑马鱼,统计表明m Cherry在F0代中有8.2%的表达率,Piggy Bac转座子能够在斑马鱼中进行有效转座且捕获到不同基因,有效实现突变体的筛选。

基于PiggyBac转座系统构建稳定表达UL19基因的小鼠乳腺癌细胞系4T1

为研究溶瘤Ⅱ型单纯疱疹病毒(oncolytic herpes simplex virus type 2,oHSV2)主要衣壳蛋白VP5蛋白(由UL19基因编码)调控免疫细胞抗肿瘤的机制,本研究通过PiggyBac转座系统构建了稳定表达VP5蛋白、近红外荧光蛋白(near-infrared fluorescent protein,iRFP)和绿色荧光蛋白(green fluorescent protein,GFP)的小鼠乳腺癌细胞4T1-iRFP-VP5-GFP细胞系。通过流式细胞术及免疫印迹法筛选GFP及VP5高表达的单克隆细胞系,检测所构建细胞系中UL19基因表达稳定性。经SYBR GreenⅠ实时荧光定量PCR、免疫印迹法检测,连续传代至15代的4T1-iRFP-VP5-GFP细胞中的UL19基因拷贝数及VP5蛋白表达量均显著高于瞬转UL19基因的4T1细胞,证明UL19基因稳定插入至4T1细胞基因组中。实时无标记动态细胞分析技术(real time cellanalysis,RTCA)监测4T1-iRFP-VP5-GFP细胞显示具有与其亲代细胞4T1相似的生长活性。进一步研究证实,NK92细胞对4T1-iRFP-VP5-GFP细胞的杀伤能力显著高于4T1细胞。本研究为阐述VP5蛋白在4T1细胞中通过HLA-E分子调控包括T细胞、NK细胞在内的免疫细胞发挥抗肿瘤功能奠定了基础。

基于PiggyBac转座子优化稳定表达细胞系的新型瞬时受体电位M2通道抑制剂筛选

目的:使用PiggyBac(PB)转座系统建立稳定表达瞬时受体电位M2(TRPM2)通道的人胚胎肾细胞HEK293T,并进行TRPM2通道抑制剂筛选,为治疗脑缺血等疾病寻找潜在的药物。方法:根据PB转座原理,构建pPB-hTRPM2真核表达载体。将重组质粒和辅助质粒共同转染至HEK293T细胞中,利用系统携带的荧光与膜片钳鉴定TRPM2基因表达,通过Z'因子评估细胞模型是否适用于钙成像法的高通量筛选。利用钙成像法和膜片钳对11个先导化合物分子进行初步活性评价,测定化合物分子对TRPM2通道的抑制活性。利用氧糖剥夺/再灌注(OGD/R)损伤模型和细胞计数试剂盒8(CCK-8)方法验证筛选得到的化合物分子对损伤细胞的保护作用。利用流式细胞术检测细胞活性氧水平。利用小鼠短暂性大脑中动脉栓塞(tMCAO)模型评价化合物的神经保护作用。结果:成功构建pPB-hTRPM2真核表达载体,构建出可高效表达TRPM2基因的HEK293T细胞系,并同时表达增强型绿色荧光蛋白(EGFP)。在筛选获得的嘌呤霉素抗性细胞中,所有细胞荧光明亮可见,诱导后细胞表现出经典的TRPM2通道电流特征,TRPM2通道电流值与瞬时转染对照组差异无统计学意义(P>0.05)。该筛选系统进行钙成像实验的Z'因子为0.5416,表明其适用于高通量筛选。通过钙成像法结合膜片钳筛选出化合物6,其具有显著的TRPM2通道抑制作用,且1.0μmol/L的化合物6能够显著提高OGD/R后SH-SY5Y细胞的存活率(P<0.05),降低活性氧水平(P<0.05),0.3、1.0 mg/kg的化合物6能降低tMCAO小鼠脑梗死体积百分比(均P<0.05)。结论:利用PiggyBac基因编辑技术成功构建了TRPM2基因稳定表达细胞系,利用钙成像法和膜片钳在候选化合物中成功筛选出一个高亲和力的新的TRPM2通道抑制剂。该抑制剂可以通过降低细胞活性氧水平缓解OGD/R后细胞损伤,并对小鼠脑缺血再灌注损伤具有保护作用。

玉米rMrh/Mrh双元转座系统体细胞转座特性分析

基因组中转座子的插入和剪切都会使插入位点的序列发生改变,包括基因突变,进而导致表型变异或基因组进化。Mrh/rMrh是玉米Mutator超家族中首个经遗传学鉴定的双元转座子系统,其中仅有非自主性转座子rMrh完成了基因克隆及序列测定。通过遗传杂交后代的表型分离比确定Mrh活性系中仅有一个自主性转座子Mrh调控报告基因a1位点的rMrh发生转座。为了明确rMrh转座子在玉米体细胞中的转座剪切修复对宿主a1基因功能的影响,以及分处两个遗传位点的自主性Mrh转座子对同一a1位点rMrh剪切转座后序列修复类型的影响,对转座修复位点的PCR扩增产物进行了分子克隆及测序。结果显示,rMrh在玉米体细胞中a1位点转座后产生两种足迹类型,一种是精确修复,另一种是末端反向重复序列(terminal inverted repeat,TIR)残留。同时,在不同遗传位点的自主性转座子Mrh的调控下,rMrh在玉米体细胞中原初位点发生转座剪切时的修复类型相对单一,既能通过精确修复恢复宿主基因功能,也会因为残留碱基导致宿主基因功能的突变,但是不同遗传位点的自主性转座子Mrh的修复产物序列不尽相同。研究结果明确了经典Mrh/rMrh双元转座子系统中rMrh的转座剪切修复特性,在丰富对Mutator转座子遗传特性认识的同时,也为进一步应用这一转座子系统创制玉米新种质资源和功能基因组学遗传材料奠定了理论基础。

piggyBac转座系统在哺乳动物及其细胞中的研究进展

piggyBac(PB)转座系统来源于昆虫鳞翅目,属于真核生物的第二类转座系统,主要采取"剪切粘帖"机制发生转座。PB系统转座效率高,宿主范围广,广泛应用于昆虫等低等生物的基因转移及突变筛选。近年来,研究发现PB系统在哺乳动物及其细胞中也具有高效的转座活性,已在动物基因组功能研究、基因转移及诱导多能干细胞等领域得到了广泛应用。本文就PB系统近年来在哺乳动物及其细胞中的研究进展、应用前景及存在问题进行了综述。

基于piggyBac转座子系统的西方蜜蜂Rubia基因转移研究

为探讨piggy Bac载体在西方蜜蜂(Apis mellifera)中的基因转移功能,并检测其可行性,研究以西方蜜蜂为实验材料,利用piggy Bac转座子系统将外源性Rubia红色荧光蛋白基因转移至西方蜜蜂受精卵中,分析检测外源基因的整合与荧光表达情况。PCR扩增和测序分析结果显示piggy Bac转座子能够将外源性Rubia红色荧光蛋白基因整合到蜜蜂基因组上,且在显微注射组中检测到微弱的红色荧光蛋白表达。本研究证实piggy Bac转座子系统可将外源性基因植入蜜蜂基因组。为今后的蜜蜂转基因基础研究和分子育种技术开发提供支撑。

酿酒酵母中PiggyBac转座子筛选系统的构建

PiggyBac(PB)是来源于粉纹夜蛾(Trichoplusia ni)的TTAA型转座子。PB转座子系统可作为一种插入型突变工具,应用于多种真核细胞中。本研究在酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)中构建了一个基于PB转座子的筛选系统。系统由插入ADE2基因编码框的PB转座子及由半乳糖启动子调控表达的PB转座酶(PBase)两部分组成。在PBase诱导下,PB转座子可以从原始位点无痕移除并随机插入新的基因位点。PB转座子在转座过程中保持单一拷贝数,在每个突变细胞中只有一个插入位点,并可快速检测突变基因。实验结果表明:所构建的PB转座子筛选系统可应用于酿酒酵母中的基因筛选。

利用PiggyBac转座子系统快速控制GPI锚定蛋白的表达

GPI锚定蛋白的合成是一个发生在内质网中多步骤、多基因参与的过程。PIGK是GPI锚定蛋白转酰胺酶复合物的一个催化亚基,负责把GPI前体转移到蛋白质上。作者在人体胚胎肾细胞(HEK 293)中获得了PIGK敲除的细胞株,敲除PIGK的细胞不能表达GPI锚定蛋白。利用piggyBac(PB)转座子系统,在细胞中重新插入PIGK基因,细胞膜表面的GPI锚定蛋白恢复表达。实验成功构建了HEK293pB-PIGK细胞株并命名为G36,通过引入PB转座酶或FLP重组酶,可以控制GPI锚定蛋白的表达。本系统可以快速调控细胞表面蛋白质的表达并能够用于基础研究和工业应用。

新型二合一PiggyBac转座系统的构建及功能验证

目的:PiggyBac(PB)转座子是一种可移动的遗传元件,采用“剪切和粘贴”机制在载体和染色体之间进行转座;通过将转座子元件和转座酶表达框整合到一个表达载体中,构建简便易用的二合一PB转座系统。方法:通过聚合酶链式反应(polymerase chain reaction,PCR)获取PiggyBac转座系统所需转座子元件和转座酶表达框,利用T4 DNA连接酶将转座酶表达框插入到pUC18载体上,再利用Gibson同源重组技术将转座子元件与重组载体结合构建二合一PB转座系统;使用该系统携带的增强型绿色荧光蛋白(enhanced green fluorescent protein,EGFP)以及功能性损伤抑制蛋白(damage-suppressing protein,DSUP)检测其有效性及可靠性。结果:在所有筛选获得的嘌呤霉素抗性细胞中,EGFP都是明亮可见;利用此二合一PB转座系统成功获得了可高效表达功能性损伤抑制蛋白的稳定细胞系,证明外源基因可被有效整合到基因组DNA中并表达。结论:成功构建了新型二合一PB转座系统,使稳定表达细胞系的建立更加经济简便。

基于piggyBac转座子系统构建长期表达人细胞因子的免疫缺陷小鼠模型

目的:探讨表达人白细胞介素6 (IL-6)、白细胞介素3 (IL-3)、白细胞介素15 (IL-15)、干细胞生长因子(SCF)和粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子(GM-CSF)基因的piggyBac (PB)转座子系统在免疫缺陷小鼠体内的长效表达情况,为改善人源化小鼠模型中人免疫细胞的重建提供简单长效的新方法。方法:构建含有绿色荧光蛋白(GFP)基因的PB转座子质粒(PB-GFP),构建含有人IL-6、IL-3、IL-15、SCF和GM-CSF基因的PB转座子质粒(PB-5F)。293T细胞分为阴性对照组(未转染质粒)、阳性对照组(转染pLVTHM质粒)、瞬时转染组(转染PB-GFP质粒)和稳定转染组[共同转染PB-GFP和转座酶质粒(super-PB)]。转染后每3d,采用流式细胞术检测各组细胞中GFP阳性(GFP+)细胞百分率。将NOD.Cg-Prkdcscid IL2rgtm1Wjl/SzJ (NCG)小鼠分为瞬时转染组和稳定转染组,瞬时转染组小鼠尾静脉高压注射PB-5F质粒,稳定转染组小鼠尾静脉高压注射PB-5F质粒和super-PB质粒。小鼠尾静脉高压注射后1、3、5和9d及随后每周1次采血分离血清,ELISA法检测各组NCG小鼠血清中IL-6、IL-3、IL-15、SCF和GM-CSF水平。结果:PB-GFP转染293T细胞30d后,稳定转染组GFP+细胞百分率(4.61%±0.42%)明显高于阳性对照组(0.58%±0.05%)和瞬时转染组(0.86%±0.10%)(P<0.05)。NCG小鼠尾静脉高压注射PB-5F质粒,注射后第30天,稳定转染组小鼠血清中IL-6、IL-15和GM-CSF水平均高于瞬时转染组(P=0.048,P=0.051,P=0.045);注射后第60天,稳定转染组小鼠血清中仍能检测到IL-6、IL-15和GM-CSF。结论:体外验证了PB转座子系统的长效表达,成功构建了具有人IL-6、IL-3、IL-15、SCF和GM-CSF基因的PB转座子载体的质粒,建立了长效稳定表达人IL-6、IL-15和GM-CSF的免疫缺陷小鼠模型。

piggyBac转座子介导的家蚕细胞转基因研究初探

为探讨稳定转化家蚕细胞表达外源基因的新方法,以家蚕核型多角体病毒(BmNPV)极早期蛋白基因(ie-1)启动子元件驱动新霉素抗性基因(neor),并克隆至具有绿色荧光蛋白基因(gfp)标记的昆虫转座子载体piggyBac中,构建转基因载体pigA3-IE-Neo。以该载体转染家蚕BmN细胞,用终浓度800μg/mL的遗传霉素(geneticin,G418)筛选3个月,获得了稳定转化的细胞,呈现绿色荧光的细胞数达80%以上。通过PCR鉴定证实了细胞基因组DNA中neor基因和gfp基因的存在。

A3启动子缺陷piggyBac转座子在家蚕中的转基因研究

构建了A3启动子缺陷piggyBac转座质粒,以增强型绿色荧光蛋白基因EGFP为标记基因对家蚕品种N is-tari进行转基因实验,发现其具有较高的表达EGFP的转化效率,G0代中EGFP阳性蛾区检出占总注射蚕卵的比率达0.618%,且EGFP的表达呈组织特异性。PCR实验分析也证实了标记基因的成功导入。该实验中标记基因及转基因阳性个体均易于检出,为启动子缺陷转基因方法在家蚕组织特异性启动子筛选研究上的应用奠定了基础。

PiggyBac转座酶转基因小鼠模型的建立

目的建立表达PiggyBac转座酶转基因小鼠模型,为研究PiggyBac转座子介导基因修饰在小鼠中的应用提供工具。方法利用Cytomegalovirus(CMV)启动子驱动PiggyBac转座酶基因的表达,经显微注射法建立C57BL/6J表达PiggyBac转座酶的转基因小鼠。PCR鉴定转基因小鼠的基因型,RT-PCR检测PiggyBac转座酶在小鼠生殖系睾丸中的表达情况。PiggyBac转座酶转基因小鼠活性的检测,是通过与转座子供体转基因小鼠杂交检测供体位置变化来确定的。结果显微注射产生7只转基因小鼠并能传代,经RT-PCR筛选出一株在睾丸中相对高表达PiggyBac转座酶的转基因小鼠。随后与转座子供体转基因小鼠杂交,子代双阳小鼠与野生型小鼠杂交基因型分离,产生的子代转座子供体单阳性小鼠中具有转座子供体片段的转座反应。结论成功建立了表达Piggy-Bac转座酶转基因小鼠动物模型,该模型为PiggyBac转座子技术在小鼠中的应用提供了有价值的工具动物。